SoSe 24: Biochemie

• Methodenmodul: Spezielle Methoden der Molekularbiologie (5 LP)

  0390aB2.3
  • 216202a Seminar
    Quantitative Fluoreszenzmikroskopie (Helge Ewers, Bas van Bommel)
    Zeit: Block seminar: 24.06. - 05.07.2024; 9:00 h
    Ort: Thielallee 63, Seminarraum Anbau
    

    Hinweise für Studierende

    Das Seminar ist Teilmodul des Methodenkurses "Quantitative Fluoreszenzmikroskopie" und findet parallel zum Praktikum statt. Das Seminar kann separat als theoretisches Teilmodul im Bereich Strukturbiochemie belegt werden.

    Kommentar

    Qualifikationsziele: Die Studierenden erhalten einen Überblick über die Möglichkeiten moderner Lichtmikroskopie und ein grundlegendes Verständnis, wie durch Probenpräparation und Imaging quantitative digitale Daten generiert werden können. Sie erhalten einen Einblick in die Grundlagen der computerbasierten Bilddatenanalyse und wie Parameter aus Bilddaten extrahiert werden können. Die Studierenden digitale Bildaten selbst analysieren und grundlegende Fehler in der Mikroskopie und der Bilddatenverarbeitung erkennen und vermeiden. Inhalte: - Grundlagen der Fluoreszenzmikroskopie - Grundlagen der digitalen Mikroskopie - Grundlagen der digitalen Bilddatenanalyse - Spezielle Methoden der Mikroskopie - Einzelmolekülmikroskopie - hochauflösende Mikroskopie - Förster-transfer - maschinelles Lernen in der Bilddatenanalyse Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de Dr. Bas van Bommel: bas.van.bommel@fu-berlin.de

  • 216202b Laborpraktikum
    Quantitative Fluoreszenzmikroskopie (Helge Ewers, Bas van Bommel)
    Zeit: Block course: 24.06. - 05.07.2024; all-day (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Thielallee 63, Raum 106a (AG Ewers)
    

    Hinweise für Studierende

    Teilmodul des Methodenkurses "Quantitative Fluoreszenzmikroskopie". Das Seminar ist Bedingung zur Teilnahme am Praktikum.

    Kommentar

    Qualifikationsziele: Die Studierenden erstellen Proben für die Fluoreszenzmikroskopie und nehmen sie selbst am konfokalen Mikroskop und am Einzelmolekülmikroskop auf. Die Studierendend führen dann unterschiedliche Experimente durch, und werten die erhaltenen Bilddaten dann mittels ImageJ und anderer Software aus. Die Studierenden trainieren ein Deep-learning Modell and analysieren anschliessend damit die erhaltenen Bilddaten aus der hochauflösenden Mikroskopie. Die Studierenden erarbeiten die Möglichkeiten weiterer Mikroskopietechniken aus Literaturrecherche und stellen Techniken vor. Inhalte des Praktikums: • Lebendzellmikroskopie • Bildgebung und Punktspreizfunktion • Background, Noise, Extraktion von quantitativen Daten • Umgang mit Image J • Fluoreszence-Recovery after Photobleaching • Single molecule superresolution microscopy • Bilddatenanalyse mit Hilfe von Deep-Learning Prof. Dr. H. Ewers: helge.ewers@fu-berlin.de Dr. Bas van Bommel: bas.van.bommel@fu-berlin.de

  • 216405a Seminar
    Mechanismen der Regulierung des alternativen Spleißens (Florian Heyd, Marco Preußner)
    Zeit: block seminar: 17.06.- 28.06.24; begin: 17.06.24, 9:00 h, The exact schedule will be announced during the first course day.
    Ort: Takustr. 6, Seminarraum 003
    

    Hinweise für Studierende

     Das Seminar findet parallel zum Praktikum statt.

    Kommentar

    Qualifikationsziele:
    Die Studentinnen und Studenten haben ein breites Verständnis über experimentelle Herangehensweisen zur Untersuchung der Regulation von alternativem Spleißen. Sie haben die grundlegenden experimentellen Verfahren zur Identifizierung von cis-wirkenden Elementen und trans-wirkenden Faktoren erlernt, haben durch Überexpression und knockdown eines RNA-bindenden Proteins dessen Rolle in der Regulation eines bestimmten Spleiß-Events gezeigt und (bioinformatische) Methoden kennengelernt, um coregulierte Exons zu identifizieren. Die Studierenden sind nach Abschluss des Moduls in der Lage, aktuelle fachspezifische Literatur kritisch zu beurteilen, offene Fragen zu identifizieren und experimentelle Ansätze zu entwerfen, um diese Fragestellungen zu adressieren.
    Inhalte:
    Transfektion, Kultivierung und Synchronisierung von Säuger-Zellen, RNA-Extraktion, Minigen-Analysen, Quantifizierung von alternativem Spleißen durch (radioaktive) RT-PCR, siRNA-vermittelter knock down, RT-qPCR, Westernblot, Herstellung von Kernextrakten, radioaktiver UV-X-link, gängige bioinformatische Analysen, Grundlagen der Analyse von RNA-Seq Daten
    
    Prof. Dr. F. Heyd: florian.heyd@fu-berlin.de Dr. Marco Preußner: mpreussner@zedat.fu-berlin.de

  • 216405b Laborpraktikum
    Mechanismen der Regulierung des alternativen Spleißens (Florian Heyd, Marco Preußner)
    Zeit: block seminar and practical course: 17.06.- 28.06.24, all day, (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Takustr. 6, Praktikumsraum 001-002
    

    Hinweise für Studierende

    Die Teilnahme am Seminar ist Voraussetzung für die Teilnahme am Praktikum.

    Kommentar

    Qualifikationsziele:
    Die Studentinnen und Studenten haben ein breites Verständnis über experimentelle Herangehensweisen zur Untersuchung der Regulation von alternativem Spleißen. Sie haben die grundlegenden experimentellen Verfahren zur Identifizierung von cis-wirkenden Elementen und trans-wirkenden Faktoren erlernt, haben durch Überexpression und knockdown eines RNA-bindenden Proteins dessen Rolle in der Regulation eines bestimmten Spleiß-Events gezeigt und (bioinformatische) Methoden kennengelernt, um coregulierte Exons zu identifizieren. Die Studierenden sind nach Abschluss des Moduls in der Lage, aktuelle fachspezifische Literatur kritisch zu beurteilen, offene Fragen zu identifizieren und experimentelle Ansätze zu entwerfen, um diese Fragestellungen zu adressieren.
    Inhalte:
    Transfektion, Kultivierung und Synchronisierung von Säuger-Zellen, RNA-Extraktion, Minigen-Analysen, Quantifizierung von alternativem Spleißen durch (radioaktive) RT-PCR, siRNA-vermittelter knock down, RT-qPCR, Westernblot, Herstellung von Kernextrakten, radioaktiver UV-X-link, gängige bioinformatische Analysen, Grundlagen der Analyse von RNA-Seq Daten
    
    Prof. Dr. F. Heyd: florian.heyd@fu-berlin.de Dr. Marco Preußner: mpreussner@zedat.fu-berlin.de

  • 216406a Seminar
    Gene Editing mit CRISPR/Cas9 für Zellbiologie (Francesca Bottanelli)
    Zeit: block course 17.06. - 28.06.24; 09:00-10:00 h The exact schedule will be announced during the seminar.
    Ort: Thielallee 63, Raum 321 (AG Bottanelli)
    

    Hinweise für Studierende

    Das Seminar ist auf 10 Studierende limitiert. Anmeldungen per Mail bis zum 15.05.2024 an: bottanelli@zedat.fu-berlin.de

    Kommentar

    Content:
    The students will learn:
    • How to use bio-informatic tools for CRISPR/Cas9 technology
    • How to clone all the required plasmids for the insertion of tags into the genomic locus of genes of interest
    • How to culture and transfect human cell culture models
    
    Prof. Bottanelli: Francesca.bottanelli@fu-berlin.de

  • 216406b Laborpraktikum
    Gene Editing mit CRISPR/Cas9 für Zellbiologie (Francesca Bottanelli)
    Zeit: block course 17.06. - 28.06.2024; 09:00 h, all day (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Thielallee 63, Rauminformation auf Blackboard (AG Bottanelli)
    

    Kommentar

    Content:
    The students will learn:
    • How to use bio-informatic tools for CRISPR/Cas9 technology
    • How to clone all the required plasmids for the insertion of tags into the genomic locus of genes of interest
    • How to culture and transfect human cell culture models
    
    Prof. Bottanelli: Francesca.bottanelli@fu-berlin.de

  • 216461a Seminar
    Produktion und biophysikalische Analyse ausgewählter Membranproteine Teil 1 (Ramona Schlesinger)
    Zeit: block seminar and practical course S/P: 09.09. - 20.09.24 Seminar: 9:00h - 10:00 h (practical course: 10:00 - 18:00 h)
    Ort: FB Physik, Abt. Genetische Biophysik, Arnimallee 14
    

    Kommentar

    Seminarinhalt:
    

    • Membranproteine insbesondere verschiedene Klassen von Retinalproteinen und deren Funktionalität
    • Ausgewählte Expressionsysteme für Membranproteine insbesondere der im Kurs verwendeten Modellproteine (Escherichia coli, Pichia pastoris)
    • Biomembranen, Nanodiscs, Lipide, Detergenzien
    • Unterschiedliche Methoden zur zielgerichteten Einführung von Mutationen mittels PCR
    • Proteinreinigsverfahren wie Chromatograhien, selektive Ausfällung, Gradienten- bzw. sequentielle Zentrifugation etc. inklusive praktischer Tipps für den Laboralltag
    • Kristallisation von Membranproteinen
    • Ausgewählte Themen z.B. Membranproteinfaltung, Interaktion von (Membran) Proteinen, blockierte Ribosomen, Antibiotika
    • Forschungsprojekte in der AG Schlesinger
    Dr. R. Schlesinger: r.schlesinger@fu-berlin.de

  • 216461b Laborpraktikum
    Produktion und biophysikalische Analyse ausgewählter Membranproteine Teil 1 (Ramona Schlesinger)
    Zeit: block seminar and practical course S/P: 09.09.-20.09.24. This module can only be attended in combination with S/P 216462! (Tombola – The distribution mode has been changed. Please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: FB Physik, Abt. Genetische Biophysik, Arnimallee 14
    

    Hinweise für Studierende

    Achtung: Das S/P kann nur zusammen mit der Lehrveranstaltung von Herrn Prof. Heberle 216462 .besucht werden.
    Die Platzvergabe erfolgt zusammen.
    Interessierte Studierende, ohne offiziellen Platz, können sich per e-mail (r.schlesinger@fu-berlin.de) auf eine Nachrückerliste setzen lassen.

    Kommentar

    Praktikumsinhalt:
    

    • Expression zweier Membranproteine im E. coli bzw. P. pastoris system
    • Affinitätschromatographische Reinigung (beinhaltet Zellaufschluss unter Druck, Solubilisierung mittels Detergenzien) und Gelfiltration am Äkta system (Demo)
    • Protein-Analyse mittels UV/Vis-Spektroskopie und SDS-Gelelektrophorese
    • sequenzielle Zentrifugation zur Membranproteinreinigung
    • Zielgerichtete Mutagenese mittels PCR (Megaprimer Methode, QuikChange) und Klonierung in den Expressionswirt P. pastoris (beinhaltet u.a. Restriktion und Ligation von DNA, DNA Präparation, Elektotransformation, Agarose Gelelektrophorese)
    • Membranprotein-Kristallisationsansätze in lipidischer kubischer Phase
    • die hergestellten Membran-Proteine werden im folgenden Kurs 216462 der AG Heberle benutzt
    Dr. R. Schlesinger: r.schlesinger@fu-berlin.de

  • 216612a Seminar
    Chemische Biologie: Proteinsynthese, Labeling und Funktion (Christian Hackenberger)
    Zeit: block course 22.04.- 03.05.24, seminars will take place during the practical course 216612b. First date: 22.04.24, 9:00 Uhr
    Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch, Raum A3.16
    

    Kommentar

    Methodenmodul: Spezielle Methoden der molekularen Biomedizin
    
    Method course: Special aspects of molecular biomedicine
    
    Content:
    

    • Posttranslational Modifications
    • Protein Chemistry: Ligation and Modification
    • Protein Expression (natural and unnatural)
    • Chemoselective and Biorthogonal Reactions
    • Metabolic Oligosaccharide Engineering
    • Protein Labeling
    • Antibody Modification
    • Targeted Drug Delivery
    • Intraceulllar delivery and targeting
    
    
    Prof. Dr. Hackenberger: hackenbe@fmp-berlin.de

  • 216612b Laborpraktikum
    Chemische Biologie: Proteinsynthese, Labeling und Funktion (Christian Hackenberger)
    Zeit: practical course: 22.04. - 03.05.24 (all day) First date: 22.04.24, 9:00 Uhr, room A3.16 (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Leibniz-Forschungsinstitut für Molekulare Pharmakologie (FMP); Robert-Rössle-Str. 10, 13125 Berlin Buch
    

    Kommentar

    Methodenmodul: Spezielle Methoden der molekularen Biomedizin
    
    Method course: special aspects of molecular biomedicine
    
    Content:
    

    • Recombinant Protein Expression (natural and amber suppression)
    • Protein Ligation and Labeling
    • Peptide Synthesis
    • Cell uptake and Cell Microscopy
    • Proteomic Analysis (MS/MS)
    • Antibody Modification
    • Western Blot Analysis
    
    
    Prof. Dr. Hackenberger: hackenbe@fmp-berlin.de

  • 216621a Seminar
    In vivo Analyse des muskuloskeletalen Systems (Sigmar Stricker)
    Zeit: 03.06. - 14.06.24, (The exact schedule will be announced during the first course day.)
    Ort: Thieallee 63, Raum 121 (AG Stricker)
    

    Hinweise für Studierende

    Empfehlung Es wird empfohlen vor Belegung des Methodenmoduls das Modul 216701 a, b "Introduction to developmental biology" zu absolvieren Die Teilnahme am Seminar ist Voraussetzung für die Teilnahme am Praktikum.
    
    

    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 14, 15

    Kommentar

    Inhalt/Content:
    

    • Development of the musculoskeletal system
    • Animal models in developmental biology
    • Cellular communication during musculoskeletal development
    • Signaling pathways in musculoskeletal development
    • Metabolism in muscle development and maintenance
    • Control of gene expression during development
    • Genome-wide strategies to analyze gene expression, transcription factor binding, epigenetic signatures (RNA-Seq, ChIP-Seq)
    
    
    Prof. Dr. S. Stricker: sigmar.stricker@fu-berlin.de

  • 216621b Laborpraktikum
    In vivo Analyse des muskuloskeletalen Systems (Sigmar Stricker)
    Zeit: 03.06. - 14.06.24, 09:00 - ca. 17:00 h The exact schedule will be announced during the first course day. (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. Please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: Thielallee 63, (AG Stricker), Information über blackboard
    

    Hinweise für Studierende

    Empfehlung Es wird empfohlen vor Belegung des Methodenmoduls das Modul 216701 a, b "Introduction to developmental biology" zu absolvieren
    Die Teilnahme am Seminar ist Voraussetzung für die Teilnahme am Praktikum.
    

    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 14, 15

    Kommentar

    Inhalt/Content:
    

    • Dissection of laboratory mice
    • Tissue embedding, cryoconservation
    • Cryosectioning of tissue
    • Histological methods; Hematoxylin/Eosin staining, Oil Red O staining of tissue sections
    • Alizarin red / Alcian blue staining of skeletal preparations
    • PCR-Genotyping of genetically modified laboratory mice
    • Immunohistochemistry
    • mRNA in-situ hybridization
    • imaging of whole-embryo specimen
    • imaging of histological sections
    • imaging of fluorescently labelled tissue sections
    
    
    Prof. Dr. S. Stricker: sigmar.stricker@fu-berlin.de

  • 216624a Seminar
    Fortgeschrittene Lichtmikroskopie und zellbasierte Analysen in biomedizinischer Forschung und Neurowissenschaften (Katharina Achazi, Marta Maglione)
    Zeit: Block course 03.06.2024 - 07.06.2024 and 17.06.- 21.06.24
    Ort: SupraFAB, Altensteinstr. 23a, 14199 Berlin, Raum wird etwa eine Woche vorher auf Blackboard bekannt gegeben
    

    Hinweise für Studierende

    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 4, 9, 10, 15, 17

    Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen

    Wichtiger Hinweis: Für Schwangere, stillende Frauen und immunsupprimierte Personen ist eine Teilnahme am praktischen Teil des Moduls nicht möglich, da dieser teilweise im S2 Labor stattfindet.
    

    Kommentar

    Die Blockveranstaltung wendet sich an Studierende mit Interesse an biomedizinischen und neurobiologischen forschungsrelevanten Fragestellungen. Die Veranstaltung führt insbesondere in die fortgeschrittene Lichtmikroskopie und weitere Zell-basierte biochemische und molekularbiologische sowie analytische Methoden ein. Im ersten Teil des Methodenkursen werden die Analyse von Zellen und zellulärer Prozesse sowie Grundlagen zur Kultivierung von Zellen, zum sterilen Arbeiten, zur Präparation von Zellen und Geweben inklusive Fixierungsmethoden, Färbetechniken und Farbstoffen insbesondere Fluoreszenzfarbstoffen sowie zu sicherheitsrelevanten Aspekten beim Umgang mit biologischen Proben theoretisch und praktisch behandelt. Der zweite Teil umfasst theoretische und praktische Aspekte verschiedener lichtmikroskopischer Methoden u.a. Fluoreszenz-, Konfokal- und STED Mikroskopie sowie der Bildgebung und -auswertung, der digitalen Bildverarbeitung und Bildanalyse sowie zu Aufbau, Funktion und zur Handhabung der Lichtmikroskope.
    Dr. Katharina Achazi: k.achazi@fu-berlin.de
    Dr. Marta Maglione: m.maglione@fu-berlin.de
    Ort: Altensteinstr. 23a
    

  • 216624b Laborpraktikum
    Fortgeschrittene Lichtmikroskopie und zellbasierte Analysen in biomedizinischer Forschung und Neurowissenschaften (Katharina Achazi, Marta Maglione)
    Zeit: Block course 03.06.2024 - 07.06.2024 and 17.06. - 21.06.24 (9:00 - 18:00 h); (Tombola – Attention: the distribution mode has been changed. For further information, please refer to the notice at the beginning of the course catalog.)
    Ort: SupraFAB, Altensteinstr. 23a, 14199 Berlin, Raum wird etwa eine Woche vorher auf Blackboard bekannt gegeben
    

    Hinweise für Studierende

    Teilnehmerzahl: 4
    
    

    UN Sustainable Development Goals (SDGs): 3, 4, 9, 10, 15, 17

    Zusätzl. Angaben / Voraussetzungen

    Wichtiger Hinweis: Für Schwangere, stillende Frauen und immunsupprimierte Personen ist eine Teilnahme am praktischen Teil des Moduls nicht möglich, da dieser teilweise im S2 Labor stattfindet.
    

    Kommentar

    Die Blockveranstaltung wendet sich an Studierende mit Interesse an biomedizinischen und neurobiologischen forschungsrelevanten Fragestellungen. Die Veranstaltung führt insbesondere in die fortgeschrittene Lichtmikroskopie und weitere Zell-basierte biochemische und molekularbiologische sowie analytische Methoden ein. Im ersten Teil des Methodenkursen werden die Analyse von Zellen und zellulärer Prozesse sowie Grundlagen zur Kultivierung von Zellen, zum sterilen Arbeiten, zur Präparation von Zellen und Geweben inklusive Fixierungsmethoden, Färbetechniken und Farbstoffen insbesondere Fluoreszenzfarbstoffen sowie zu sicherheitsrelevanten Aspekten beim Umgang mit biologischen Proben theoretisch und praktisch behandelt. Der zweite Teil umfasst theoretische und praktische Aspekte verschiedener lichtmikroskopischer Methoden u.a. Fluoreszenz-, Konfokal- und STED Mikroskopie sowie der Bildgebung und -auswertung, der digitalen Bildverarbeitung und Bildanalyse sowie zu Aufbau, Funktion und zur Handhabung der Lichtmikroskope.
    Dr. Katharina Achazi: k.achazi@fu-berlin.de
    Dr. Marta Maglione: m.maglione@fu-berlin.de
    Ort: Altensteinstr. 23a
    

  • 216628a Seminar
    Immunbiologie von Infektionen (Olivia Majer)
    Zeit: Block seminar: 17.06.- 28.06.24; begin: 9:00 h, The exact schedule will be announced during the first course.
    Ort: Max-Planck-Institut für Infektionsbiologie, Charitéplatz 1 10117 Berlin, Treffpunkt Lobby (Haupteingang von Virchowweg am Charitegelände)
    

    Hinweise für Studierende

    Das Seminar ist fixer Bestandteil des Methodenkurses und kann nur zusammen mit dem Laborpraktikum belegt werden.

    Kommentar

    Qualifikationsziele:
    Die Studierenden erhalten einen Überblick über die Funktionsweise des angeborenen Immunsystems. Im Zentrum stehen dabei grundlegende Immunrezeptorfamilien und wie diese Pathogene erkennen und spezifische Immunantworten durch Signalwege auslösen. Dabei wird vermittelt wie Immunzellen zwischen Eigen und Fremd unterscheiden, und was passiert, wenn diese Diskriminierung gestört ist. Auch wird diskutiert wie unser Immunsystem gutartige Bakterien (Mikrobiota im Darm) von bösartigen (echten Pathogene) unterscheidet, und wie die spezifische Art der ausgelösten Immunantwort mit dem Gefährdungspotential des jeweiligen Erregers skaliert. Es werden auch spezies-spezifische Unterschiede von Immunzellen zwischen Maus und Mensch beleuchtet, sowie funktionelle Spezialisierungen von verschiedenen Immunzelltypen des angeborenen Immunsystems, wie zum Beispiel von Makrophagen, Dendritischen Zellen, und Neutrophilen. Die Studierenden haben zusätzlich die Möglichkeit sich weiter in immunologische Konzepte zu vertiefen mittels einer Paper Präsentation am letzten Kurstag.
    
    Inhalte: 

    • - Grundlagen des angeborenen Immunsystems
    • - Pattern Recognition Rezeptoren und Pathogenerkennung 
    • - Immunologische Signalwege generieren verschiedene Immunantworten
    • - Unterscheidung von Eigen und Fremd
    • - Autoimmunerkrankungen 
    •  Chronische Infektionen
    • - Methoden zur Untersuchung von verschiedenen Immunantworten (Zytokine, Signalwege, und Zelltod)
    • - Methoden zur Generierung und Phänotypisierung von primären Immunzellen
    • - Hochauflösende Fluoreszenzmikroskopie zur Lokalisierung von Immunrezeptoren
    • - Echtzeit-Visualisierung von Immunantworten.
    
    Dr. O. Majer: majer@mpiib-berlin.mpg.de

  • 216628b Laborpraktikum
    Immunbiologie von Infektionen (Olivia Majer)
    Zeit: Block course: 17.06.-28.06.24, 9:00 h
    Ort: Max-Planck-Institut für Infektionsbiologie, Charitéplatz 1 10117 Berlin, Treffpunkt Lobby (Haupteingang von Virchowweg am Charitegelände)
    

    Hinweise für Studierende

    Das dazugehörige Seminar ist fixer Bestandteil des Methodenkurses und kann nur zusammen belegt werden.

    Kommentar

    Qualifikationsziele:
    Die Studierenden lernen verschiedene primäre Immunzellen aus Vorläuferzellen zu differenzieren und diese zu charakterisieren, um sie anschließend mit spezifischen Liganden gegen Immunrezeptoren zu stimulieren. Verschiedene Methoden werden vermittelt um diese Immunantworten zu untersuchen, inklusive intrazelluläre Zytokin Färbungen mittels Durchfluss Zytometrie, Western blot, und hochauflösender Mikroskopie. Es wird dabei besonders auf Unterschiede verschiedener Immunzellen eingegangen in Hinsicht auf zellulärer Morphologie, Expressionsmuster von Immunrezeptoren und die Art der ausgelösten Immunantwort. Auch werden Experimente durchgeführt um die unterschiedliche Reaktion von Immunzellen zu untersuchen, wenn Immunrezeptoren an der Zelloberfläche vs intrazelluläre Rezeptoren aktiviert werden, um zu verstehen wie unser Immunsystem daran das Gefährdungspotential einer Infektion abschätzen kann. Es wird dabei sowohl mit Immunzellen aus der Maus und dem Menschen gearbeitet.
    
    Inhalte:
    - Intrazelluläre Zytokinfärbung nach Aktivierung von Immunzellen 
    - Analyse mittels Durchflusszytometrie 
    - Differenzierung von primären Immunzellen aus Vorläuferzellen
    - Immunphänotypisierung von primären Immunzellen durch Oberflächenfärbung
    - Western blot zur Visualisierung von Signalwegen
    - Hochauflösende Mikroskopie zur Lokalisierung von Immunrezeptoren und zur Visualisierung der Immunaktivierung 
    - Daten Auswertung und Visualisierung
    
    
    Dr. O. Majer majer@mpiib-berlin.mpg.de